放射治疗是肿瘤治疗的重要手段之一，但其易导致患者出现急性放射性肠损伤（acute radiation intestinal injury，ARII），主要表现为腹泻、腹痛、出血等症状，严重影响患者生活质量与后续治疗依从性[1-2]。研究表明，ARII的发生机制不仅涉及上皮细胞损伤、炎症因子释放、黏膜屏障破坏，还伴随肠道菌群失衡，炎症-肠道微生态轴在其中发挥关键作用[3]。目前临床仍缺乏安全有效的靶向干预措施。

中医认为ARII属“肠澼”范畴，病因多与脾胃虚弱、湿热内蕴、毒邪内扰有关，治疗当以“扶正祛邪、益气清热”为基本原则[4]。空军军医大学第二附属医院郑瑾教授在临床中基于ARII “本虚标实”病机，针对恶性肿瘤患者素体虚弱，常以黄芪（60 g）与黄芩（20 g）配伍，实现补泻兼施、扶正祛邪，改善里急后重、腹痛、便血、腹泻等症状。现代研究表明，其活性成分如黄芪多糖、黄芩苷可通过调控TXNIP/NLRP3、NF-κB、MAPK等通路，发挥抗炎、抗凋亡及调节肠道菌群作用，具有良好协同基础[5-6]。

现有研究多集中于黄芪或黄芩单味药物或其活性成分的药理作用，而二者配伍应用在炎症调控、菌群稳态和黏膜修复等方面的协同机制尚不明确。基于此，本研究拟通过构建ARII小鼠模型，探讨黄芪与黄芩配伍干预ARII的作用机制，为中医药防治放射性肠损伤提供实验依据。

1 对象与方法

1.1 实验动物

SPF级C57BL/6雄性小鼠40只（6～8周龄，体重20～25 g），购自空军军医大学实验动物中心，实验动物合格证号：SCXK（陕）2019-001、实验动物生产许可证：SCXK（陕）2024-002、实验动物使用许可证号：SYXK（军）2017-0048。实验前将小鼠进行编号与分笼，适应性饲养7 d，饲养环境为SPF级动物房，光照周期为12 h光/12 h暗，温度为（23.0±1.5）℃，湿度为（60±10）%，给予普通饲料和饮水，自由摄食饮水。所有实验操作严格遵循实验动物管理和伦理规范，本研究经第四军医大学实验动物中心福利与伦理委员会批准（IACUC-20210205）。

1.2 主要仪器与试剂

X射线辐照仪（拉德索斯中国医疗科技有限公司，RS 2000）；艾肯超纯水机（成都唐氏康宁科技发展有限公司，AK-RO-C2）；组织研磨仪（武汉赛维尔生物科技有限公司，KZ-II）；高速冷冻离心机（大龙兴创实验仪器北京股份公司，D3024R）；生物安全柜（苏州安泰空气技术有限公司，SW-CJ-1FD）；电子天平（梅特勒-托利多仪器上海有限公司，ME203E/02，称量精度：0.001 g）。1.5 ml离心管（武汉赛维尔生物科技有限公司，EP-150-M）；200 μl移液器（大龙兴创实验仪器北京股份公司，YE3K030591）；200 μl吸头（武汉赛维尔生物科技有限公司，TP-200）。

小鼠肿瘤坏死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）ELISA检测试剂盒（江苏麦莎实业有限公司，MM-0132M1）；白细胞介素（interleukin，IL）-1β ELISA检测试剂盒（江苏麦莎实业有限公司，MM-0040M1）；IL-10 ELISA检测试剂盒（江苏麦莎实业有限公司，MM-0176M1）。

黄芪60 g、黄芩20 g购自陕西中医药大学附属医院中药房，药物成分、质量均符合国家标准；地塞米松磷酸钠注射液（20190418）购自国药集团容生制药有限公司。

1.3 实验分组及处理

1.3.1 分组

小鼠通过随机数字表法分为空白组、模型组、激素组、中药组，每组10只。各组小鼠均使用耳标钳进行身份标记，以便追踪个体实验数据。

1.3.2 ARII模型构建

小鼠于照射前30 min腹腔注射2%戊巴比妥钠麻醉，固定于特制有机玻璃板上，仅腹部暴露，其余部位用铅板遮蔽，使用X线直线加速器给予腹部14 Gy单次照射（剂量率400 cGy/min，照射范围：剑突至耻骨联合）[7]。空白组小鼠仅接受等量麻醉但不照射。照射后将小鼠放回原笼饲养。在照射后第3.5天，每组选取1只小鼠，麻醉并取升、横、降结肠组织行苏木精-伊红染色；若观察到肠黏膜脱落、隐窝结构破坏、炎症细胞浸润等典型病理改变，TNF-α、IL-1β 等炎症因子水平升高，同时动物表现出稀便、血便等症状，即判断模型构建成功[8]。

1.3.3 药物制备

1.3.3.1 中药制备 中药液采用传统“二煎合一”方法煎制：第1次加10倍量水，文武火煎煮90 min，第2次加8倍量水煎煮40 min，药液合并后置于4 ℃冰箱中冷藏。

1.3.3.2 西药制备 地塞米松磷酸钠注射液用无菌生理盐水稀释至10%浓度，4 ℃冰箱中储存。

1.3.4 药物干预方案

照射第3.5天后开始药物干预。空白组与模型组灌胃等量生理盐水0.4 ml/次，中药组灌胃中药溶液0.4 ml/次，激素组腹腔注射10%地塞米松磷酸钠0.2 ml/次，各组均于每日上午10:00时给药1次，连续14 d。

中药组给药剂量根据临床成人常用量按体表面积换算为小鼠等效剂量，并结合小鼠较高的代谢率及放射性肠损伤后进食量下降等因素，在安全范围内适度上调，以保证有效药物暴露量和稳定的干预效果；激素组剂量选择为常用抗炎范围的中、低水平，以兼顾疗效与安全性。

1.4 样本处理

干预的第13～14天连续收集小鼠粪便，采用拎尾法促进小鼠排便，每只小鼠收集粪便3～5粒，将收集好的粪便放入无菌冻存管，经液氮速冻后，统一存入-80 ℃冰箱中。

干预14 d后，2%戊巴比妥钠麻醉小鼠后，将其四肢固定于无菌操作台，剪开胸腔，使用PBS溶液对小鼠进行心脏灌流。打开腹腔，找准结肠部位，将其分为升、横、降结肠，并将3段结肠各自平分为前段和后段，前段组织迅速浸泡于4%的多聚甲醛中，观察其染色形态；后段组织放入冻存管中，迅速置于液氮罐中速冻，标本置于-80 ℃冰箱中保存用于ELISA检测。

1.5 观察指标及检测方法

1.5.1 一般情况观察

自药物干预第1天起，观察小鼠的摄食、饮水、精神状态及排便等一般生活情况，直至干预结束。

1.5.2 结肠组织形态学观察

结肠组织经脱水、包埋、切片、烘干、染色、再次脱水、透明、封片，完成病理切片苏木精-伊红染色后，于光学显微镜下观察并扫描切片。

1.5.3 结肠组织中炎症因子及抗炎因子表达

将冷冻保存的结肠组织取出后用预冷PBS缓冲液（0.01 mol/L，pH=7.4）冲洗，去除残留血液，避免红细胞裂解影响检测结果。称重后剪碎组织，按1∶9的重量体积比加入PBS，置于冰上使用玻璃匀浆器充分匀浆，并记录体积比。匀浆液进行反复冻融处理后，以5 000倍重力加速度（约6 690 r/min，离心半径为10 cm）离心5 min（离心时间设定依据结肠组织匀浆的特性，5 min即可完成沉降），取上清液用于检测结肠组织中TNF-α、IL-1β 和IL-10表达水平。

1.5.4 肠道菌群16S rDNA测序分析

将粪便标本送至上海美吉医药科技有限公司进行16S rDNA高通量测序，分析各组小鼠肠道菌群结构及多样性变化。使用PF Mag-Bind Stool DNA Kit（Omega Bio-tek，USA）提取小鼠粪便微生物总DNA，1%琼脂糖凝胶电泳及NanoDrop 2000检测其完整性和纯度。以提取的DNA为模板，采用带Barcode的338F/806R引物扩增16S rRNA V3～V4区，PCR产物经纯化与定量后构建文库，使用Illumina PE300/250平台测序，并将原始数据上传至NCBI SRA数据库。测序数据经fastp质控、FLASH拼接、QIIME2平台DADA2或Deblur去噪，生成ASVs，去除叶绿体和线粒体序列后，按20 000条/样本稀释，Good’s coverage为99.09%。物种注释基于SILVA数据库（v138），PICRUSt2用于功能预测。统计分析通过美吉云平台完成。

1.6 统计学方法

采用SPSS 27.0统计学软件进行数据分析，GraphPad Prism 8.0软件作图。多组间比较采用单因素方差分析，两两比较采用Tukey法；两组间比较采用独立样本t检验。以P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 各组小鼠结肠组织形态学观察

升结肠：空白组腺窝排列整齐，隐窝结构清晰，黏膜上皮完整，杯状细胞数量正常；模型组隐窝排列紊乱，黏膜上皮脱落，杯状细胞减少，并可见固有层炎症细胞浸润；中药组隐窝结构较完整，杯状细胞数量较模型组明显增加，黏膜损伤程度减轻。横结肠：空白组黏膜及隐窝结构正常，排列整齐；模型组隐窝结构破坏，部分腺体萎缩，杯状细胞减少，炎性浸润明显；中药组隐窝结构较为规整，腺体萎缩和炎性浸润较模型组减轻。降结肠：空白组黏膜上皮连续完整，隐窝排列有序；模型组隐窝排列紊乱，黏膜上皮缺损，杯状细胞减少，炎症细胞浸润明显；中药组隐窝结构恢复较好，黏膜缺损修复，炎性浸润程度降低。见图1。

图1 各组小鼠结肠组织形态学观察（苏木精-伊红染色，200×）

A～D：升结肠；E～H：横结肠；I-L：降结肠。升结肠可见黏膜及隐窝结构、杯状细胞分布等形态特征；横结肠显示黏膜上皮连续性及腺体排列形态；降结肠可见隐窝结构和固有层细胞分布情况。

2.2 各组小鼠结肠组织TNF-α、IL-1β 和IL-10水平比较

与空白组比较，模型组结肠组织TNF-α、IL-1β水平升高（P＜0.05）；与模型组比较，中药组TNF-α、IL-1β 水平降低、IL-10水平升高（P＜0.05）。见图2。

图2 各组小鼠结肠组织TNF-α、IL-1β 和IL-10水平比较（n=10）

与空白组比较，aP＜0.05；与模型组比较，bP＜0.05。TNF-α：肿瘤坏死因子-α；IL：白细胞介素。

2.3 各组小鼠肠道微生物菌群分析

2.3.1 肠道菌群物种组成分析

各组样本在不同分类水平上的菌群组成存在差异。门水平：空白组以Firmicutes和Bacteroidota为主；模型组Bacteroidota占比升高；中药组Firmicutes比例增加，并检出一定比例的Proteobacteria。纲水平：中药组Clostridia比例升高。目水平：中药组Lachnospirales和Enterobacterales比例升高。科水平：中药组Enterobacteriaceae和Lachnospiraceae比例升高。属水平：中药组Escherichia-Shigella和Alistipes比例升高。见图3。

图3 各组小鼠肠道菌群物种组成（n=7）

A：门水平；B：纲水平；C：目水平；D：科水平；E：属水平。纵坐标表示相对丰度。

2.3.2 肠道菌群物种差异分析

共筛选出9种具有差异的关键菌属，见图4。与空白组比较，模型组Bacteroides、Alistipes、Muribaculaceae丰度升高，Bifidobacterium丰度降低（P＜0.05）；与模型组比较，中药组Escherichia-Shigella、Bacteroides、g_Rikenellaceae_RC9_gut_group、Akkermansia丰度升高；norank_f_muribaculaceae、Mucispirillum丰度降低（P＜0.05）。

图4 各组小鼠肠道菌群物种差异分析（n=7）

与空白组比较，aP＜0.05；与模型组比较，bP＜0.05。

LEfSe分析结果显示，空白组富集Bifidobacterium等菌群，模型组富集Muribaculaceae，激素组富集Bacteroides，中药组富集Enterobacteriaceae、Escherichia-Shigella和g_Rikenellaceae_RC9_gut_group等菌群。见图5。

图5 各组小鼠肠道菌群LEfSe分析（n=7）

3 讨论

本研究围绕“炎症-肠道微生态”轴，系统探讨了黄芪（60 g）与黄芩（20 g）配伍干预ARII的作用效果及其潜在机制。放疗可诱导肠道黏膜损伤和免疫失衡，导致促炎因子过表达与肠道屏障结构破坏，是ARII发生的关键病理基础[9]。同时，肠道菌群的失衡亦是促发炎症反应扩增和肠道功能障碍的重要诱因[10]。

本研究结果显示，黄芪与黄芩配伍干预可在多层面发挥保护作用，包括下调炎症因子TNF-α、IL-1β表达，上调抗炎因子IL-10表达，修复结肠黏膜组织结构，以及调节肠道菌群组成。提示黄芪配伍黄芩对ARII具有协同调节免疫-微生态轴的综合干预潜力，验证中医“祛邪不伤正，扶正以祛邪”的理论指导意义。

在炎症因子方面，TNF-α 和IL-1β 作为典型的早期促炎因子，在ARII的发生、发展中发挥重要作用。本研究结果显示，模型组结肠组织TNF-α 与IL-1β 水平高于空白组，提示放疗诱导结肠炎症反应；经黄芪与黄芩干预后，上述炎症因子表达明显降低，效果与10%地塞米松激素相当，提示其具备较强的抗炎作用。IL-10作为重要的抗炎因子，在维持免疫稳态、抑制炎症因子释放方面发挥关键作用。本研究结果显示，中药组结肠组织IL-10水平高于模型组，提示该中药配伍不仅能够抑制促炎因子，还能激活机体自身抗炎机制，实现炎症的内源性控制。组织病理结果进一步验证了上述变化。放疗后小鼠结肠黏膜结构受损，而在药物干预后，中药组黏膜上皮结构基本恢复，腺体排列规整，隐窝形态正常，修复效果明显，提示黄芪与黄芩在保护肠道屏障结构方面效果明显，体现出“益气托毒”“生肌收口”的中医治疗思路。

本研究结果显示，ARII模型小鼠肠道菌群结构发生改变，表现为有益菌减少、有害菌富集，β 多样性明显下降；而黄芪与黄芩配伍干预改善了菌群结构，富集了诸如Rikenellaceae、Bacteroides、Parabacteroides等有益菌群，具有促进短链脂肪酸合成、修复肠道屏障、调节免疫反应等多重功能，有助于重塑微生态平衡，缓解ARII。中医认为“脾主运化，脾虚则湿浊内生”，肠道微生态紊乱正是“湿浊”之象的现代诠释。黄芪与黄芩协同可达到调和阴阳、平衡微生态的治疗目标。

尽管本研究在机制探索方面取得了初步成果，但仍存在一定的局限性：首先，仅设置单一浓度进行药物干预，难以全面评估剂量依赖性和安全范围，后续研究应设置多梯度剂量组，以明确最优干预水平；其次，部分菌群数据中空白组与模型组差异不明显，可能与粪便采集时间点、样本保存、冻融过程或送样条件控制不严有关，在今后实验中需加强样本收集与处理的标准化操作，确保数据的准确性和代表性。

综上所述，黄芪与黄芩配伍干预ARII，可通过下调炎症因子、上调抗炎因子、修复黏膜结构与重塑菌群生态四维协同机制，实现从“扶正”到“祛邪”的中医整体干预理念，为中医药现代化研究提供了实证支持，也为放射性肠损伤的多靶点综合干预策略提供了新的思路。

利益冲突声明：本文所有作者均声明不存在利益冲突。

[参考文献]

[1]GAO D，ZHANG H，SUN W，et al.Radiation-Induced Intestinal Injury：Molecular Mechanisms and Therapeutic Status[J].DNA Cell Biol，2024，43（11）：537-548.

[2]MEENA S K，JORIYA P R，YADAV S M，et al.Modulation of radiation-induced intestinal injury by radioprotective agents：a cellular and molecular perspectives [J].Rev Environ Health，2023，38（2）：295-311.

[3]AGIBALOVA T，HEMPEL A，MAURER H C，et al.Vasoactive intestinal peptide promotes secretory differentiation and mitigates radiation-induced intestinal injury[J].Stem Cell Res Ther，2024，15（1）：348.

[4]许飞，李学军.中医药治疗放射性肠炎探微[J].中医肿瘤学杂志，2021，3（2）：34-37.

[5]李浩田，李鹏，王玉凤，等.黄芪多糖对急性放射性肠炎大鼠肠黏膜细胞凋亡及TXNIP/NLRP3轴的影响[J].中南药学，2023，21（5）：1256-1262.

[6]刘晓曦，董杰，李敏霞，等.黄芩水提液对肠炎模型小鼠空肠损伤修复的作用[J].畜牧兽医学报，2020，51（2）：392-398.

[7]SHENG L，HU F，YU H，et al.Paeoniflorin Inhibits ASK1-TF Axis by Up-Regulating SOCS3 to Alleviate Radiation Enteritis[J].Front Pharmacol，2022，13：743708.

[8]路倩颖.circRNAs参与小鼠放射性肠损伤进程及cGAS-STING信号在肿瘤进展中的作用研究[D].北京：北京协和医学院，2019.

[9]XIE L，LU H，TANG L，et al.Probiotic Consortia Protect the Intestine Against Radiation Injury by Improving Intestinal Epithelial Homeostasis [J].Int J Radiat Oncol Biol Phys，2024，120（1）：189-204.

[10]ZHANG L，XU J，XING Y，et al.Lactobacillus rhamnosus GG alleviates radiation-induced intestinal injury by modulating intestinal immunity and remodeling gut microbiota [J].Microbiol Res，2024，286：127821.

Explore the mechanism of action of the combination of Astragali Radix and Scutellariae Radix in the intervention of acute radiation intestinal injury based on the “inflammation-gut microbiota” axis

ZHANG Zhezhe WU Hao SHI Aoyu ZHANG Xiaoyin ZHANG Jin ZHAO Canjun ZHENG Jin

Department of Traditional Chinese Medicine,the Second Affiliated Hospital of Air Force Medical University,Shaanxi Province,Xi’an 710038,China

[Abstract] Objective To investigate the intervention effects and potential mechanisms of the combination of Astragali Radix and Scutellariae Radix on mice with acute radiation intestinal injury (ARII),and to evaluate its influence on the expression of inflammatory factors and the structure of intestinal flora.Methods Forty SPF-grade male C57BL/6 mice aged 6-8 weeks were selected.They were divided into blank group,model group,hormone group,and traditional Chinese medicine group by random number table method,with 10 rats in each group.Except for blank group,the ARII models of mice in other groups were established by X-ray abdominal local illumination.The blank and model groups received daily intragastric administration of saline at a dose of 0.4 ml each time;hormone group received intraperitoneal injection of 10%Dexamethasone Sodium Phosphate at a dose of 0.2 ml each time;traditional Chinese medicine group received intragastric administration of a decoction containing Astragali Radix and Scutellariae Radix at a dose of 0.4 ml each time,for 14 consecutive days.Hematoxylin-eosin staining was performed to evaluate morphology changes in colon tissue;ELISA was used to detect the levels of measure tumor necrosis factor-α(TNF-α),interleukin (IL)-1β,and IL-10;and 16S rRNA high-throughput sequencing was conducted to analyze fecal intestinal flora composition.Results There were differences in the mucosal structure,crypt morphology,and goblet cell distribution of the ascending colon,transverse colon,and descending colon among each group.Compared with blank group,the levels of TNF-α and IL-1β in colon tissue of model group increased (P＜0.05);compared with model group,the levels of TNF-α and IL-1β in traditional Chinese medicine group decreased,while the level of IL-10 increased (P＜0.05).Compared with blank group,the abundances of Bacteroides,Alistipes,and Muribaculaceae in model group increased;while the abundance of Bifidobacterium decreased (P＜0.05).Compared with model group,the abundances of Escherichia-Shigella,Bacteroides,g_Rikenellaceae_RC9_gut_group,Akkermansia in traditional Chinese medicine group increased;while the abundance of norank_f_muribaculaceae and Mucispirillum decreased (P＜0.05).The blank group was enriched with Bifidobacterium and other bacterial groups,model group was enriched with Muribaculaceae,hormone group was enriched with Bacteroides,and traditional Chinese medicine group was enriched with Enterobacteriaceae,Escherichia-Shigella,and g_Rikenellaceae_ RC9_gut_group and other bacterial groups.Conclusion The combination of Astragali Radix and Scutellariae Radix can alleviate intestinal injury in ARII mice by downregulating inflammatory cytokines,modulating gut microbiota,and repairing tissue structure.It has a good ssynergistic protective effect and providing theoretical and experimental support for traditional Chinese medicine intervention in radiation intestinal injury.

[Key words] Acute radiation intestinal injury;Astragali Radix;Scutellariae Radix;Inflammatory factor;Gut microbiota

[中图分类号] R285.5

[文献标识码] A

[文章编号] 1673-7210（2025）10（c）-0026-07

DOI：10.20047/j.issn1673-7210.2025.30.05

[基金项目] 陕西省中医药管理局中医药科研项目（SZY-KJCYC-2025-LC-003）；空军军医大学第二附属医院社会人才基金资助计划项目（2021SHRC068）。

[作者简介] 张哲哲（1993.2-），女，硕士，主要从事中西医整合肿瘤临床与基础研究工作。

[通讯作者] 郑瑾（1973.10-），女，博士，副教授，副主任医师，硕士生导师，空军军医大学第二附属医院中医科主任，主要从事中西医整合肿瘤临床与基础研究工作。

（收稿日期：2025-06-18）

（修回日期：2025-08-20）