神经病理性疼痛是由中枢或外周神经系统损伤导致的一种难治性、慢性疼痛，常表现为自发性疼痛、痛觉过敏和触诱发痛，严重影响患者的生活质量，临床疗效常不理想[1]。神经病理性疼痛的发生机制尚未完全阐明，近年来研究揭示神经免疫反应在神经病理性疼痛的发生与发展中发挥重要作用[2-4]。

Treg细胞是维持免疫稳态的关键调控因子，其分泌的白细胞介素-35（interleukin-35，IL-35）作为一种新型细胞因子，具有强大的免疫抑制功能[5]；在多种疾病模型中显示出显著的抗炎作用[6-7]。研究提示，IL-35在高糖诱导的神经损伤中可抑制JNK通路，减轻神经炎症[8]。此外，IL-35还能诱导iTr35细胞扩增，进一步增强免疫抑制效应[9]。然而，IL-35在神经病理性疼痛中的表达变化、具体作用、对T细胞的免疫调节，以及对肿瘤坏死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）、Toll样受体4（Toll-like receptor 4，TLR4）、高迁移率族蛋白B1（high mobility group box 1，HMGB1）等关键炎症信号通路的调控机制尚不明确。因此，本研究旨在系统分析IL-35在经典神经病理性疼痛模型中的表达动态，并探讨其在T细胞免疫应答及相关炎症信号通路中的调控作用，以期为神经病理性疼痛的免疫治疗提供新的理论依据和潜在靶点。

1 对象与方法

1.1 实验动物

18只SPF级雄性SD大鼠，6～7周龄，体质量200～220 g，购自斯贝福（北京）生物技术有限公司，实验动物生产许可证：SCXK（京）2019-0010；实验动物使用许可证号：SYXK（闽）2022-0002；实验动物合格证号：B202304070158。大鼠饲养于标准化动物房内，温度为22～25 ℃、湿度为50%～60%，室内照明采用12 h明暗交替，大鼠饮水及摄食自由。本研究经福建医科大学附属闽东医院伦理委员会批准（2021032536H）。

1.2 试剂与仪器

兔/小鼠IgG二步法免疫组化试剂盒、DAB显色试剂盒（货号：18B13B04、17J20B27，武汉博士德生物工程有限公司）；HE染色试剂盒（货号：C0105S，上海碧云天生物工程有限公司）；TNF-α 抗体（货号：AF1015，美国Affinity公司）；TLR4、HMGB1、GAPDH抗体（货号：33650-1-Ig、66525-1-Ig、60004-1-Ig，武汉三鹰生物技术有限公司）；IL-35抗体（货号：ab133751，美国Abcam公司）；CD3-FITC、CD8-perCP（货号：201403、201712，美国Biolegend公司）；CD4-APC（货号：AR00450，杭州联科生物技术股份有限公司）。

流式细胞仪（型号：FACSCalibur，美国BD公司）；台式低速离心机（型号：L500-A，湖南湘仪实验室仪器开发有限公司）；切片烤片机、自动组织脱水机（型号：KH-TS、KH-P2，湖北孝感阔海医疗科技有限公司）；大鼠足底测痛仪（型号：YLS-22A，济南益延科技发展有限公司）；生物显微镜（型号：E200MV，日本Nikon公司）；PCR仪（型号：PTC100，美国BIO-RAD公司）。

1.3 实验分组及造模

18只大鼠适应性喂养1周，按照随机数字表法将其分为对照组、假手术组、模型组，每组6只。按照文献[10]所述方法建立坐骨神经慢性压迫性损伤（chronic constriction injury，CCI）模型，以模拟临床神经病理性疼痛场景。

模型组大鼠用2%异氟烷进行气体麻醉，通过结扎坐骨神经建立CCI模型；假手术组仅暴露坐骨神经2～3 min，不进行任何结扎，其余操作同模型组；对照组为正常大鼠，不接受任何手术。

1.4 疼痛行为观察与评估

造模前及造模第1、3、5、7、14天08:00—12:00时进行疼痛行为评估。使用电子测痛仪定量测量各组大鼠的机械缩足阈值（mechanical withdrawal threshold，MWT）。测量前15 min将大鼠置于测量箱中，为确保大鼠在测量时处于放松状态，待大鼠无梳理毛发和探索行为后，使用von Frey细丝垂直刺激大鼠足底中部区域，刺激时间≤6 s。当大鼠表现出抬脚或舔舐行为时判定为阳性反应。测量从2 g开始，若当前强度刺激未能引发阳性反应，则采用更高强度刺激；反之，若观察到阳性反应，则采用更低强度刺激。如此反复，直至最低强度出现，然后连续测量4次，每次间隔30 s。

使用辐射热测痛仪评估热缩足潜伏期（thermal withdrawal latency，TWL）。测量前30 min将大鼠置于透明有机玻璃箱内，设置好测痛仪并维持辐射热强度，确保大鼠基础值保持在15 s，热辐射照射时间上限为18 s。大鼠适应15 min后，将辐射热光源对准大鼠足底中心区域，当大鼠缩脚时，关闭辐射热光源；反之继续照射18 s。记录各组大鼠TWL，重复测量3次，每次间隔5 min。

1.5 样本处理

疼痛行为评估结束后，大鼠用2%异氟烷气体麻醉，主动脉取血3 ml。一部分置于-20 ℃冰箱中保存；另一部分置于非抗凝管中，室温静置1 h，1 500 r/min离心30 min（离心半径为7 cm），取血清。随后，麻醉并处死大鼠，取出各组大鼠的L4～5 脊髓组织，一部分保存在4%多聚甲醛溶液中；另一部分立即置于液氮中，随后转存于-80 ℃冰箱。

1.6 血清IL-35水平

酶联免疫吸附试验法检测各组大鼠血清IL-35水平。

1.7 流式细胞术检测T淋巴细胞水平

取各组大鼠全血100 μl，置于2 ml无肝素的EP管中。依次加入CD4+抗体2 μl和CD3+、CD8+抗体5 μl，充分混匀，在室温避光条件下反应15 min；向染色后的样品中加入红细胞裂解液1.5 ml，混匀后4 ℃避光孵育15 min。1 000 r/min离心1 min（离心半径为7 cm），弃上清液；使用PBS溶液充分洗涤沉淀1次，0.5 ml PBS稀释沉淀，使用流式细胞仪检测全血中CD4+、CD8+T淋巴细胞水平。

1.8 HE染色观察脊髓组织病理学变化

取出浸泡在4%多聚甲醛溶液中的脊髓组织，脱水、透明、浸蜡、包埋，切片机切成4 μm切片；组织切片置于二甲苯中透明、除蜡、酒精脱水，蒸馏水清洗后苏木精染色，酒精脱水后蒸馏水冲洗，伊红染色3 min，显微镜下观察。

1.9 免疫组织化学染色法检测脊髓组织中IL-35、TNF-α、TLR4和HMGB1阳性表达

脊髓组织切片脱蜡至水，对石蜡切片进行内源性灭活、抗原修复和封闭处理，加入一抗IL-35、TNF-α、TLR4、HMGB1（1∶1 000），4 ℃孵育过夜；加入二抗（1∶1 000）孵育，PBS洗涤，DAB显色，苏木精复染、脱水、透明，封片后在显微镜下观察。在脊髓组织中，阳性细胞表现为细胞质内出现棕褐色颗粒。

1.10 Western blot法检测脊髓组织中IL-35、TNF-α、TLR4、HMGB1蛋白表达

脊髓组织细胞裂解提取总蛋白，BCA法定量后与上样缓冲液混合煮沸变性，蛋白样品经SDS-PAGE分离后转移至PVDF膜上，5%脱脂牛奶封闭1 h；使用含1 mol/L Tween的TBST洗涤PVDF膜，并检测IL-35蛋白表达。TNF-α、TLR4和HMGB1（1∶2 000稀释）于4 ℃孵育过夜，去垢剂溶液彻底洗涤PVDF膜，与二抗（1∶5 000稀释）室温孵育2 h后，加入ECL发光液以进行显影和曝光。采用Image Lab软件分析条带灰度值。

1.11 RT-qPCR检 测脊 髓组织中IL-35、TNF-α、TLR4和HMGB1 mRNA表达

按照RNAzol RT试剂盒说明书提取脊髓组织RNA，测定RNA浓度；按照转录试剂盒说明书，对提取的总RNA进行反转录以合成相应的cDNA。1 500 r/min离心10 s（离心半径为7 cm）。PCR反应体系包括：Mix溶液6.8 μl、正反向引物0.4 μl、cDNA模板2.0 μl，加入ddH2O补齐至10 μl。引物扩增条件：95 ℃预变性1 min，95 ℃变性20 s，56 ℃退火20 s，72 ℃延伸30 s；共40个循环。采用2-ΔΔCt 法计算目的基因的相对表达量。引物信息见表1。

表1 引物信息

1.12 统计学方法

采用SPSS 25.0统计学软件进行数据分析。计量资料用均数±标准差（）表示，比较采用t检验；多个时间点比较采用重复测量方差分析，两两比较采用LSD-t检验。以P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 各组大鼠不同时间点MWT比较

整体分析发现：假手术组与对照组MWT时间比较、组间比较、交互作用差异无统计学意义（P＞0.05）；模型组与假手术组MWT时间比较、组间比较、交互作用差异有统计学意义（P＜0.05）。进一步两两比较，组内比较：假手术组与对照组造模第1、3、5、7、14天MWT与同组造模前比较，差异无统计学意义（P＞0.05）；模型组造模第1、3、5、7、14天MWT低于同组造模前，差异有统计学意义（P＜0.05）。组间比较：造模前及造模第1、3、5、7、14天，假手术组与对照组MWT比较，差异无统计学意义（P＞0.05）。造模前，模型组与假手术组MWT比较，差异无统计学意义（P＞0.05）；造模第1、3、5、7、14天，模型组MWT低于假手术组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见表2、3。

表2 假手术组与对照组大鼠不同时间点MWT比较（）

注MWT：机械缩足阈值。

表3 模型组与假手术组大鼠不同时间点MWT比较（）

注 与本组造模前比较，aP＜0.05；与假手术组同期比较，bP＜0.05。MWT：机械缩足阈值。

2.2 各组大鼠不同时间点TWL比较

整体分析发现：假手术组与对照组TWL时间比较、组间比较、交互作用差异无统计学意义（P＞0.05）；模型组与假手术组TWL时间比较、组间比较、交互作用差异有统计学意义（P＜0.05）。进一步两两比较，组内比较：假手术组与对照组造模第1、3、5、7、14天TWL与同组造模前比较，差异无统计学意义（P＞0.05）；模型组造模第1、3、5、7、14天TWL短于同组造模前，差异有统计学意义（P＜0.05）。组间比较：造模前及造模第1、3、5、7、14天，假手术组与对照组TWL比较，差异无统计学意义（P＞0.05）。造模前，模型组与假手术组TWL比较，差异无统计学意义（P＞0.05）；造模第1、3、5、7、14天，模型组TWL短于假手术组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见表4、5。

表4 假手术组与对照组大鼠不同时间点TWL比较（s，）

注TWL：热缩足潜伏期。

表5 模型组与假手术组大鼠不同时间点TWL比较（s，）

注 与本组造模前比较，aP＜0.05；与假手术组同期比较，bP＜0.05。TWL：热维足潜伏期。

2.3 各组大鼠血清IL-35水平比较

假手术组与对照组IL-35水平比较，差异无统计学意义（P＞0.05）；模型组IL-35水平低于假手术组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见图1。

图1 各组大鼠血清IL-35水平比较（n=6）

与假手术组比较，aP＜0.05。IL-35：白细胞介素-35。

2.4 各组大鼠全血CD4+、CD8+T淋巴细胞水平比较

假手术组与对照组CD4+、CD8+T淋巴细胞水平比较，差异无统计学意义（P＞0.05）；模型组CD4+T淋巴细胞水平低于假手术组，CD8+T淋巴细胞水平高于假手术组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见图2。

图2 各组大鼠全血CD4+、CD8+T淋巴细胞水平比较

A：各组大鼠CD4+T淋巴细胞表达水平（n=6）；B：各组大鼠CD8+T淋巴细胞表达水平（n=6）；C：各组大鼠CD4+、CD8+T淋巴细胞水平散点图。与假手术组比较，aP＜0.05。

2.5 各组大鼠脊髓组织病理学变化

对照组和假手术组神经元形态完好，细胞结构致密；模型组脊髓切片表现出明显的病理改变，包括神经元萎缩、核固缩、细胞变性和组织疏松。见图3。

图3 各组大鼠脊髓组织病理学变化（HE染色，×400）

2.6 各组大鼠脊髓组织IL-35、TNF-α、TLR4、HMGB1阳性面积比较

假手术组与对照组脊髓组织IL-35、TNF-α、TLR4、HMGB1阳性面积占比比较，差异无统计学意义（P＞0.05）。模型组脊髓组织IL-35阳性面积占比低于假手术组；TNF-α、TLR4、HMGB1阳性面积占比高于假手术组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见图4、5。

图4 各组大鼠脊髓组织IL-35、TNF-α、TLR4、HMGB1免疫组织化学染色图（×400）

IL-35：白细胞介素-35；TNF-α：肿瘤坏死因子-α；TLR4：Toll样受体4；HMGB1：高迁移率族蛋白B1。

图5 各组大鼠IL-35、TNF-α、TLR4、HMGB1阳性面积占比比较（n=6）

与假手术组比较，aP＜0.05。IL-35：白细胞介素-35；TNF-α：肿瘤坏死因子-α；TLR4：Toll样受体4；HMGB1：高迁移率族蛋白B1。

2.7 各组大鼠脊髓组织IL-35、HMGB1、TLR4、TNF-α蛋白表达比较

假手术组与对照组脊髓组织IL-35、HMGB1、TLR4、TNF-α 蛋白表达比较，差异无统计学意义（P＞0.05）。模型组脊髓组织IL-35蛋白表达低于假手术组；HMGB1、TLR4、TNF-α 蛋白表达高于假手术组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见图6。

图6 各组大鼠脊髓组织IL-35、HMGB1、TLR4、TNF-α 蛋白表达比较

A：蛋白条带图；B：各组大鼠脊髓组织IL-35、TNF-α、TLR4和HMGB1蛋白表达柱状图（n=6）。与假手术组比较，aP＜0.05。IL-35：白细胞介素-35；HMGB1：高迁移率族蛋白B1；TLR4：Toll样受体4；TNF-α：肿瘤坏死因子-α。

2.8 各组大鼠脊髓组织IL-35、HMGB1、TLR4、TNF-α mRNA表达比较

假手术组与对照组脊髓组织IL-35、HMGB1、TLR4、TNF-α mRNA表达比较，差异无统计学意义（P＞0.05）。模型组脊髓组织IL-35 mRNA表达低于假手术组；HMGB1、TLR4、TNF-α mRNA表达高于假手术组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见图7。

图7 各组大鼠脊髓组织IL-35、HMGB1、TLR4、TNF-α mRNA表达比较（n=6）

与假手术组比较，aP＜0.05。IL-35：白细胞介素-35；HMGB1：高迁移率族蛋白B1；TLR4：Toll样受体4；TNF-α：肿瘤坏死因子-α。

3 讨论

神经病理性疼痛的治疗是一个世界性难题，其发病机制和治疗方法已成为医学和生物学最具挑战性的问题之一[11]。目前，临床常用抗癫痫药、抗抑郁药、阿片类药物和非甾体抗炎药治疗神经病理性疼痛。虽然有一定的临床效果，但超过50%的患者仍无法获得满意的治疗效果[12]。本研究制备CCI大鼠模型模拟临床神经病理性疼痛，结果显示，模型组MWT降低、TWL缩短，提示大鼠出现疼痛反应，证明模型制备成功。因此，本研究利用CCI大鼠模型探讨其发病机制及分子机制，以期为神经病理性疼痛的生物治疗提供理论依据及潜在治疗靶点。

近期对神经病理性疼痛机制的深入研究表明，免疫细胞和炎症细胞因子在神经病理性疼痛的发生和发展中起着关键作用[13]。T淋巴细胞可介导一系列细胞及体液免疫反应，其中CD4+、CD8+T淋巴水平细胞在免疫功能中发挥重要作用，对维持及调控免疫功能起着关键作用。Ino等[14]研究发现，在神经病理性疼痛大鼠模型中，受损神经部位周围的T淋巴细胞和自然杀伤细胞显著增加。Malcangio[15]进一步研究发现，与对照野生型大鼠相比，缺乏成熟T淋巴细胞的坐骨神经损伤裸鼠的机械痛阈和热痛觉过敏显著降低；而将野生型大鼠的T淋巴细胞提取并注射到T淋巴细胞缺陷的裸鼠体内后发现，裸鼠神经损伤后的痛觉敏感性消失，提示神经损伤后的炎症反应可能转化为由淋巴细胞介导的特异性免疫反应。本研究结果显示，模型组CD4+T淋巴细胞水平低于假手术组，CD8+T淋巴细胞水平高于假手术组，提示在神经病理性疼痛状态下，免疫谱向促炎方向偏移，其特征是Treg细胞群减少和细胞毒性T细胞反应增强，表明神经病理性疼痛大鼠T淋巴细胞功能缺陷可促进疼痛发生。

IL-35是Treg细胞表达的具有固有免疫抑制功能的细胞因子，可通过减轻炎症反应和调节免疫功能发挥作用[16]。Jiang等[17]研究发现，IL-35通过下调JNK信号通路减轻糖尿病性神经病理性疼痛。TNF-α 是免疫系统的核心调控因子，对调节神经-内分泌-免疫功能起重要作用。神经损伤后，活化的免疫细胞和胶质细胞可产生大量炎症因子，包括TNF-α[18]。炎症细胞因子通过与胶质细胞和神经元上的活化受体结合，增加神经元兴奋性，通过产生中枢敏化从而降低痛阈[19]。研究发现，TNF-α 可抑制IL-35的产生和释放，推测TNF-α 可能对IL-35的免疫调节作用产生负调控[20]。TLR4是识别并触发相应中枢免疫信号、影响中枢神经系统免疫功能稳态的关键受体。研究发现，TLR4及其下游细胞因子介导的炎症反应在神经病理性疼痛大鼠的信号转导过程中起重要作用[21]。HMGB1作为一种核因子，在炎症反应中被释放，并能通过与TLR4相互作用触发炎症反应。既往研究已确定TLR4与HMGB1之间存在相互激活关系[22]。具体而言，TLR4能够结合HMGB1，触发下游信号通路，最终加剧炎症反应。本研究结果显示，模型组IL-35水平低于假手术组，IL-35阳性面积占比低于假手术组，IL-35蛋白及mRNA表达低于假手术组；TNF-α、TLR4、HMGB1阳性面积占比高于假手术组，TNF-α、TLR4、HMGB1蛋白及mRNA表达高于假手术组。进一步提示神经病理性条件下炎症信号级联的激活。综上所述，IL-35可能通过Treg细胞功能和炎症反应介导神经病理性疼痛的发生。

4 优势与局限性

本研究的优势在于综合运用行为学、组织学和分子生物学技术证明在CCI大鼠模型中，IL-35表达减少与炎症反应增强和免疫失调相关，为理解神经病理性疼痛的免疫机制提供了新的实验依据。然而，本研究仍存在一定的局限性：①实验仅基于动物模型，由于物种差异和观察周期较短等因素，结果可能不能完全转化到临床；②本研究为探索性研究，样本量较小，未来需扩大样本量以增强结论的稳健性；③IL-35影响胶质细胞等特定细胞群体的机制通路尚未探索，且时间框架局限于损伤后的单一阶段，可能忽略了随时间变化的动态过程。

5 小结

IL-35可能在调节神经病理性疼痛发展过程中的全身性和局部性免疫反应中起着关键的调控作用；通过免疫调节及信号通路干预可能为神经病理性疼痛提供新的治疗策略，其临床转化价值需通过后续深入的机制研究和临床转化验证。

利益冲突声明：本文所有作者均声明不存在利益冲突。

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Expression of IL-35 in neuropathic pain and its regulatory mechanism on Treg cell-mediated immune-inflammatory response

YOU Pingdi1 SHEN Lirui2 HUANG Zhixiong1 WANG Bili1
1.Department of Pain Medicine,Mindong Hospital Affiliated to Fujian Medical University,Fujian Province,Fuan 355000,China;2.Department of Pathology,Mindong Hospital Affiliated to Fujian Medical University,Fujian Province,Fuan 355000,China

[Abstract] Objective To investigate the expression of interleukin-35 (IL-35) in a rat model of neuropathic pain and its regulatory effect on Treg cell-mediated immune regulation and inflammatory response.Methods Eighteen SPF-grade male SD rats were selected,and they were divided into control group,sham operation group,and model group according to the random number table method,with six rats per group.The model group established a chronic constriction injury model of the sciatic nerve via sciatic nerve ligation,the sham operation group only exposed the sciatic nerve for two to three minutes without any ligation,and the rest of the operations were the same as those in the model group;and the control group consisted of normal rats who did not undergo any surgery.Before modeling and on the 1st,3rd,5th,7th days,and 14th days of modeling,the mechanical withdrawal threshold (MWT) and thermal withdrawal latency (TWL) of each group were evaluated;the serum IL-35 level was detected by enzyme-linked immunosorbent assay;the levels of CD4+T lymphocytes and CD8+T lymphocytes in whole blood were evaluated by flow cytometry;HE staining was used to observe the histopathological analysis of spinal cord tissue;and the expressions of IL-35,tumor necrosis factor-α (TNF-α),Toll-like receptor 4 (TLR4),and high mobility group box 1 (HMGB1)in spinal cord tissues were detected by immunohistochemical staining,Western blot,and RT-qPCR.Results There were no statistically significant differences in MWT and TWL between the sham operation group and the control group on the 1st,3rd,5th,7th days,and 14th days of modeling compared with those before modeling in the same group (P＞0.05);while the MWT of the model group on the 1st,3rd,5th,7th days,and 14th days was lower than those before modeling in the same group,and TWL were shorter than those before modeling in the same group(P＜0.05).Before modeling and on the 1st,3rd,5th,7th days,and 14th days of modeling,there were no statistically significant differences in MWT and MWT between the sham operation group and the control group(P＞0.05).Before modeling,there were no statistically significant differences in MWT and TWL between the model group and the sham operation group (P＞0.05);while on the 1st,3rd,5th,7th days,and 14th days of modeling,the MWT of the model group were lower than those of the sham operation group,and TWL were shorter than those of the sham operation group (P＜0.05).There was no statistically significant differences in the levels of IL-35,CD4+T lymphocytes and CD8+T lymphocytes between the sham operation group and the control group(P＞0.05);the levels of IL-35 and CD4+T lymphocytes in the model group were lower than those in the sham operation group,while CD8+T lymphocytes was higher than that in the sham operation group (P＜0.05).The neuronal morphology in the control group and the sham operation group was intact,and the cell structure was dense;while the spinal cord sections of the model group showed obvious pathological changes,including neuronal atrophy,nuclear consolidation,cell degeneration and tissue osteoporosis.There were no statistically significant differences in the proportion of positive areas of IL-35,TNF-α,TLR4,and HMGB1 in the spinal cord tissues between the sham operation group and the control group(P＞0.05).The proportion of positive areas of IL-35 in the spinal cord tissues of the model group were lower than those of the sham operation group;while the proportion of positive areas of TNF-α,TLR4,and HMGB1 were higher than those in the sham operation group (P＜0.05).There were no statistically significant differences in the expressions of IL-35,TNF-α,TLR4 and HMGB1 protein and mRNA in the spinal cord tissues between the sham operation group and the control group(P＞0.05).The expressions of IL-35 protein and mRNA in the spinal cord tissues of the model group were lower than those of the sham operation group;while the expressions of TNF-α,TLR4,and HMGB1 proteins and mRNA were higher than those in the sham operation group (P ＜0.05).Conclusion IL-35 may play a key regulatory role in regulating the systemic and local immune responses during the development of neuropathic pain.Intervention through immune regulation and signaling pathways may provide new therapeutic strategies for neuropathic pain,and its clinical transformation value needs to be verified through subsequent in-depth mechanism research and clinical transformation.

[Key words] Interleukin-35;Neuropathic pain;Treg cell;Inflammatory reaction

[中图分类号] R392.12；R741.02

[文献标识码] A

[文章编号] 1673-7210（2026）01（b）-0024-09

DOI：10.20047/j.issn1673-7210.25081081

[基金项目] 福建省科技计划项目（2021J011456）。

[作者简介] 游平弟（1982-），男，硕士，主要从事神经病理性疼痛基础及临床研究工作。

（收稿日期：2025-08-16）

（修回日期：2025-12-06）