解脲支原体在器官移植术后中的感染现状及诊治进展

杨麒臻, 徐媛, 牛玉林, 陈乾

【作者机构】 贵州医科大学附属医院器官移植科
【分 类 号】 R617
【基    金】 贵州省科技厅一般项目[黔科合基础-ZK(2023)一般376]。
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解脲支原体在器官移植术后中的感染现状及诊治进展

解脲支原体在器官移植术后中的感染现状及诊治进展

杨麒臻 徐 媛 牛玉林 陈 乾

贵州医科大学附属医院器官移植科,贵州贵阳 550000

[摘要] 器官移植术后需长期服用免疫抑制剂,其机体的免疫功能较弱,易发生各种机会性感染。解脲支原体作为一种机会致病菌,移植后患者中的感染虽不如细菌、真菌、病毒感染常见,但其潜在危害不容忽视。本文综述解脲支原体与器官移植术后感染的相关进展,重点讨论解脲支原体的病原学、流行病学、器官移植术后的临床诊疗及其预防等主题,总结与分析目前解脲支原体的治疗热点和新进展,为器官移植术后感染的临床实践提供参考。

[关键词] 器官移植;解脲支原体;感染;诊断;治疗;现状

器官移植是治疗终末期器官衰竭的有效手段,但术后感染是导致移植失败、移植物功能丧失或受者死亡的重要原因之一[1-2]。随着器官移植术后免疫抑制剂的广泛应用,可显著降低器官移植术后移植排斥反应的发生率,也使移植受者的免疫防御屏障受损,为各种病原体的入侵创造条件[3-4]。解脲支原体属于支原体科脲原体属,是人类泌尿生殖系统常见的定植菌,通常不引起明显症状[5]。然而,在免疫功能低下的器官移植受者中,解脲支原体可能突破宿主的免疫防御屏障,引发局部或全身性感染,甚至影响移植物的功能[6]。近年来,关于解脲支原体在器官移植术后感染的报道逐渐增多,但其临床意义和诊治策略仍存在争议。因此本文通过检索1988—2026年的在线数据库,关键词如解脲支原体感染(Ureaplasma infections)、器官移植(organ transplantation),并使用所有可能的“或”和“且”组合。纳入标准:①实体器官移植后发生的尿素菌感染;②感染诊断必须明确,并有确诊培养结果或分子检测结果支持。排除标准:①重复报告、动物实验、临床试验及文献二级分析;②继发感染或由其他因素导致死亡;③找不到原文或全文的文献;④报告病例的病史信息不完整;⑤主要涉及人形分枝杆菌的混合感染;⑥局限于泌尿生殖系统的感染;⑦移植后1年以上的感染。

1 解脲支原体的生物学特性

解脲支原体是一类无细胞壁、呈高度多形性的原核生物,大小0.2~0.3 μm。其显著的生物学特征是具有尿素酶,可分解尿素产生氨,使环境pH值升高,也是其命名的由来[7]。解脲支原体作为一种机会致病菌,主要定植在人类泌尿生殖道黏膜表面,通过表面的黏附素蛋白与宿主尿道上皮细胞、精子等表面的唾液酸糖缀合物、硫酸糖脂等受体特异性结合,这种紧密黏附使其能抵抗尿流的冲刷作用,为后续的致病过程奠定基础[8]。当其定植后,解脲支原体最核心的致病因子是其强大的尿素酶活性。其能迅速水解宿主尿液和组织液中的尿素,产生大量的氨和二氧化碳。氨的积累可导致局部微环境pH值升高,形成碱性环境,不仅对宿主上皮细胞有直接的毒性作用,还能促使磷酸镁铵等盐类结晶形成,参与尿石症的发生[9]。氨能破坏细胞膜结构,干扰细胞能量代谢,最终诱导宿主细胞凋亡或坏死,是其造成组织损伤的关键机制[10]。

除直接的细胞毒性外,解脲支原体还能通过多种方式扰乱宿主的免疫应答。一方面,解脲支原体能通过抗原变异逃避宿主免疫系统的识别和清除,从而实现长期潜伏感染[11];另一方面,脲原体膜上的脂质相关膜蛋白等成分可作为潜在的抗原刺激物,激活单核巨噬细胞等免疫细胞,促使其释放大量的促炎性细胞因子如肿瘤坏死因子-α、白细胞介素-1β和白细胞介素-6[12]。这种过度的炎症反应是导致组织损伤的另一重要途径,尤其在呼吸道感染中,与早产儿慢性肺部疾病的发生和发展密切相关。此外,解脲支原体还能产生磷脂酶,水解宿主细胞膜上的磷脂,破坏细胞膜完整性并释放花生四烯酸等炎症前体物质,进一步加剧炎症反应[13]。在男性生殖系统,解脲支原体可吸附于精子头部、中段及尾部,其代谢产物及诱导的炎症反应可影响精子的正常形态、活力和功能,同时产生的大量活性氧成分可导致精子膜脂质过氧化,造成氧化损伤,从而成为男性不育的一个潜在因素[14]。综上所述,解脲支原体并非通过单一的毒素发挥作用,而是通过黏附定植、尿素酶介导的细胞毒性、免疫逃避、诱导炎症瀑布反应及酶学损伤等多种机制协同作用,共同导致其致病性。

2 器官移植术后解脲支原体感染的流行病学

目前,关于器官移植术后解脲支原体感染的流行病学研究数据相对有限,且不同研究报道感染率差异较大,可能与监测方法、器官移植的类型、受者的免疫状态等因素有关。在器官分布上,感染具有明显的类型特异性,其中肺移植受者是最高危的群体,支气管肺泡灌洗液等呼吸道标本中解脲支原体的检出率为10%~30%,是导致肺移植后气道狭窄的最主要人群。一项99例的肺移植受者感染中,检测出24例患者感染解脲支原体,其通过正规的抗感染治疗后好转出院[15]。在肾移植受者中,泌尿系统的定植与感染较常见,与移植肾输尿管狭窄和移植肾的结石形成相关,解脲支原体在肾移植术后出现尿露患者感染率较高,这类患者的移植肾区的伤口恢复较慢,多呈现乙级愈合[11]。肝移植受者由于手术创伤大,术后免疫抑制强度高,解脲支原体感染的风险相对较高,肝移植术后解脲支原体感染的发生率可达10%~20%,主要表现为肺部感染、腹腔感染等[16]。其中肺部感染是肝移植术后解脲支原体感染最常见的类型,约占所有感染病例的60%,严重时可发展为急性呼吸窘迫综合征。其感染主要受以下3个因素驱动:①医源性免疫抑制。在器官移植术后,特别是针对T淋巴细胞的强效诱导治疗和高水平维持方案,可极大削弱对支原体的清除能力[17]。②来源于供体的感染。解脲支原体可存在于供者的泌尿生殖道或呼吸道,随着移植器官一并进入受者体内,是受早期发生严重感染的主要原因[18]。③抗生素的应用[19]。围手术期预防性使用的抗生素如β内酰胺类抗生素对脲原体无效,反而因其应用杀灭其竞争菌群,为其过度生长创造舒适的生态环境。当然,移植手术的并发症中如吻合口狭窄被认为是局部感染的危险因素。

3 器官移植术后解脲支原体感染的临床特点

器官移植术后解脲支原体感染的临床特点具有隐匿性、多样性和器官特异性,常与排斥反应或其他并发症混淆,诊断挑战大[20]。解脲支原体是一种广泛分布的泌尿生殖系统定植者,其致病性取决于宿主免疫状态,症状感染通常仅在免疫缺陷宿主中表现。器官移植术后解脲支原体的局部感染以泌尿生殖道感染最常见,移植受者可能出现尿频、尿急、尿痛等尿路刺激症状,尿道口红肿,尿道分泌物增多等。一部分患者可能表现为无症状菌尿,但长期的无症状菌尿持续刺激可能增加急性肾盂肾炎、移植肾间质纤维化的风险,进一步影响移植肾功能。此外,解脲支原体还可引起其他泌尿生殖系统的疾病,如附睾炎、阴道炎等。全身性感染相对少见,一旦发生,较严重,肺部感染患者可出现发热、咳嗽、咳痰、呼吸困难等表现,通过肺部影像学检查可见斑片状阴影、间质性浸润等表现,易与巨细胞病毒肺炎、肺孢子菌肺炎等影像学表现相混淆[11]。腹腔感染可表现为腹痛、腹胀、恶心、呕吐等,腹腔穿刺液检查可见白细胞计数增加,培养可检出解脲支原体感染。解脲支原体在器官移植术后受者的感染最凶险的并发症是高氨血症脑病,大量氨入血后突破血-脑屏障,导致患者出现意识模糊、嗜睡、惊厥,甚至昏迷,该并发症进展迅速、死亡率高[21]。其还与手术切口愈合不良、持续性尿道炎及关节炎等局部或迁徙性感染有关[22]。综上所述,其临床特点可概括如下:①非特异性。发热、移植物功能减退等表现易被误诊为急性排斥或常规细菌感染。②潜伏性。症状出现时常造成显著的组织损伤。③高破坏性。对肺移植和肾移植,可直接威胁移植物存活。因此,对移植后出现不明原因的移植物功能障碍、呼吸道症状或神经系统异常患者,临床医师需保持高度警惕,及时进行病原学分子检测以明确诊断。

4 器官移植术后解脲支原体感染的诊断方法

器官移植术后解脲支原体感染的诊断是该领域面临的核心挑战之一,其准确性直接关系到治疗时机与预后。由于解脲支原体生长营养要求较高、临床症状不典型,其诊断方法经历从传统培养到分子检测的演进,目前已形成以分子诊断为主的多种方法并存的诊断模式。由于免疫缺陷患者的细胞壁缺失,标准微生物检测方法可能不足以检测该病原体的一概感染。

病原学检查是诊断解脲支原体感染的“金标准”,包括微生物培养法、核酸检测方法[23]。微生物培养是使用特定的液体或固体培养基(如10B汤或A8琼脂),通过观察培养基pH值变化(因尿素分解变碱)或典型的“煎蛋样”菌落判定[24]。该培养法耗时较长,需要3~5 d,且灵敏度偏低,无法区分解脲支原体与微小脲原体并进行对应的药敏试验,在急需指导临床治疗器官移植受者感染后的实用性受到较大限制[25]。血清学检测,由于在免疫抑制群体的抗体反应不可靠,无法区分既往感染和现症感染,临床价值非常有限,基本不予用于临床。当前,核酸检测技术,如聚合酶链反应或实时荧光定量聚合酶链反应等,其灵敏度高、特异度高、时间短、可以定量等优势,成为临床用于解脲支原体感染的常用手段[26]。实时荧光定量聚合酶链反应不仅能从呼吸道样本(如支气管肺泡灌洗液)、尿液、血液及组织标本中高效检出病原体,还可通过阈值循环数初步评估解脲支原体的载量[27]。在药敏试验方面,由于器官移植术后受者的耐药性问题突出,因此传统的微量肉汤稀释法仍是体外药敏试验的参考方法,可直接检测病原体对大环内酯类、四环素类、氟喹诺酮类等关键药物的最低抑菌浓度。近年来发展的分子药敏检测技术,可通过23s rRNA、Tet(M)、GyrA/ParC等基因上已知的耐药基因突变位点,能直接从临床样本中快速预测耐药表型,极大缩短指导临床用药的时间[28]。

综上所述,器官移植术后解脲支原体感染的理想诊断策略:通过定量聚合酶链反应进行快速初筛和鉴定,一旦确诊阳性,应立即进行同一样本进行分离培养并进行药敏试验,以制订精准有效的抗感染方案,从而改善器官移植术后受者的预后。

5 器官移植术后解脲支原体感染的治疗策略

器官移植术后解脲支原体感染的治疗是一项严峻挑战,需遵循精准化、足疗程、多学科协作的原则。首先,治疗方法是根据药敏试验进行精准的抗菌治疗[29]。由于解脲支原体对大环内酯类(如阿奇霉素)、四环素类(如多西环素)和氟喹诺酮类(如莫西沙星)的耐药率在全球范围内持续上升,经验性治疗失败风险极高[30]。因此,在获得临床样本后,应同步进行病原体核酸检测和体外药敏试验。对四环素敏感菌株,多西环素或米诺环素是首选的一线药物;若存在大环内酯类耐药但四环素敏感,则四环素类药物是核心选择;对多重耐药菌株,可能需要使用林可酰胺类药物(如克林霉素),或根据药敏结果探索联合用药方案[31]。其次,确保足量、充分的疗程至关重要。鉴于移植受者免疫缺陷状态和脲原体潜在的细胞内寄生特性,疗程通常需延长至2~4周,甚至更久,以彻底清除病原体,防止感染复发和慢性化[32]。最后,必须密切监测药物相互作用与不良反应。四环素类和氟喹诺酮类药物均可能与免疫抑制剂(如他克莫司)发生相互作用,影响其血药浓度,因此治疗期间需加强监测,及时调整剂量[33]。同时,需警惕抗生素可能带来的肝肾毒性、胃肠道反应及艰难梭菌感染等风险。

6 器官移植术后解脲支原体感染的预防措施

预防器官移植术后解脲支原体感染对提高移植成功率、改善患者预后具有重要意义,其核心在于构建一个涵盖器官移植术前、术中、术后的多层次预防体系。对肾移植和肺移植,在移植前要对供者来源的感染进行主动筛查和管理。建议在进行供者评估时,对泌尿生殖道标本或供肺的支气管肺泡灌洗液进行解脲支原体的分子检测,若发现阳性结果,及时反馈给移植中心,使临床医师能对受者进行早期监测或在确认感染后进行抢先治疗,从而避免严重临床感染的发生[34]。此外,对高危移植受者实现主动监测筛查,建议对肺移植、肾移植患者,以及出现不明原因的发热、移植肾功能不全等情况,在术后早期收集呼吸道、尿液标本等进行脲原体核酸检测[35]。这种主动监测能实现早期诊断和早期干预,避免组织损伤进展到不可逆的阶段。在确保抗排斥效果的前提下,避免过度免疫抑制,尽可能缩短输尿管支架等异物在受者体内存留的时间。通过这些综合性的预防措施,可显著降低包括解脲支原体感染的发生率及移植预后的负面影响。

7 小结与展望

解脲支原体作为一种机会致病菌,在器官移植术后免疫功能低下的移植受者中可能引起局部或全身性感染,发展至影响移植物功能,甚至危及受者生命。目前,关于解脲支原体在器官移植术后感染的流行病学、致病机制、诊治等方面仍存在诸多未知方面,值得未来进行深入研究。研究应聚焦于定义物种间交流的分子基础,理解解脲支原体间的信号和反应对识别潜在干预目标至关重要。此外,表征竞争与合作互动的动态将有助于确定影响这些相互作用结果的因素,从而为多元微生物群落的稳定性和韧性提供见解。研究还应关注器官移植术后宿主环境的作用,因理解移植受者如何影响解脲支原体相互作用并促进疾病发病机制对开发治疗至关重要。未来还需开展多微生物相互作用对抗菌耐药性影响的研究。评估物种间相互作用对耐药性进化和传播的贡献,对应对日益增长的抗生素耐药性威胁至关重要。积累的诸如解脲支原体在内病原体相互作用策略知识将有助于制订有针对性的干预措施。破坏合作机制或利用竞争性相互作用等策略,可能为对抗多元微生物感染提供新途径。这一治疗方式转变,从针对单一病原体转向调节物种间相互作用,极具潜力,有助于改善器官移植术后患者预后并应对复杂传染病带来的挑战。

综上所述,器官移植术后解脲支原体感染的诊治需器官移植的临床医师和科研工作者的共同努力,不断提高对该病的认识,优化诊断和治疗方案,为器官移植受者的健康保驾护航。

利益冲突声明:所有作者均声明不存在利益冲突。

[参考文献]

[1] Pérez-Sáez M J,Pascual J. Unmet questions about frailty in kidney transplant candidates [J]. Transplantation,2025,109(2):273-284.

[2] 托娅,张春媛,姜伟,等. 免疫抑制剂用药依从性管理对肾移植受者移植肾功能的影响[J]. 实用临床医药杂志,2023,27(10):79-83.

[3] Li L X,Xue J,Chiang T P,et al. Longitudinal assessment of the effect of invasive fungal infections on transplant success in kidney transplant recipients [J]. Am J Transplant,2025,25(8):1775-1783.

[4] 李善达,陈羽翔,施浩然,等. 器官移植术后马尔尼菲篮状菌感染:挑战与应对策略[J]. 器官移植,2025,16(5):805-811.

[5] Oh K Y,Lee S,Park J,et al. Vaginal microbiota of pregnant women with Ureaplasma urealyticum and Mycoplasma hominis infections [J]. Front Cell Infect Microbiol,2024,14:1445300.

[6] Ranganath N,Issa N S,Rosenbaum A N,et al. Use of novel diagnostic approaches to identify disseminated Ureaplasma urealyticum infection causing hyperammonemia syndrome after heart-kidney transplant [J]. Mayo Clin Proc,2023,98(5):804-806.

[7] Chen L,Zhang Z,Zeng Q,et al. Subtractive genomics and comparative metabolic pathways profiling revealed novel drug targets in Ureaplasma urealyticum [J]. Front Microbiol,2024,15:1484423.

[8] Paira D A,Olivera C,Tissera A D,et al. Ureaplasma urealyticum and Mycoplasma hominis urogenital infections associate with semen inflammation and decreased sperm quality [J]. J Leukoc Biol,2023,113(1):18-26.

[9] Lai Y W,Lin R J,Maiwald M,et al. Disseminated Ureaplasma urealyticum infection and hyperammonemic encephalopathy in a patient with activated PI3K delta syndrome 2 [J]. Open Forum Infect Dis,2025,12(2):ofaf084.

[10] Buzo B F,Preiksaitis J K,Halloran K,et al. Hyperammonemia syndrome post-lung transplantation:case series and systematic review of literature [J]. Transpl Infect Dis,2022,24(6):e13940.

[11] Gerber L,Gaspert A,Braghetti A,et al. Ureaplasma and Mycoplasma in kidney allograft recipients—a case series and review of the literature [J]. Transpl Infect Dis,2018,20(5):e12937.

[12] Wu Y,Majidzadeh N,Li Y,et al. Trends of fluoroquinolones resistance in Mycoplasma and Ureaplasma urogenital isolates:systematic review and meta-analysis [J]. J Glob Antimicrob Resist,2024,36:13-25.

[13] Liu W,Yang T,Kong Y,et al. Ureaplasma infections:update on epidemiology,antimicrobial resistance,and pathogenesis [J]. Crit Rev Microbiol,2025,51(2):317-347.

[14] Wan Y,Chen X,Chen Z,et al. Impact of Ureaplasma urealyticum infection on semen parameters and in vitro fertilization outcomes in infertile men [J]. Front Endocrinol(Lausanne),2024,15:1484007.

[15] Tam P C K,Alexander B D,Lee M J,et al. Donor-derived Mycoplasma and Ureaplasma infections in lung transplant recipients:a prospective study of donor and recipient respiratory tract screening and recipient outcomes [J].Am J Transplant,2024,24(12):2258-2268.

[16] Fischer S A. Is this organ donor safe?Donor-derived infections in solid organ transplantation [J]. Surg Clin North Am,2019,99(1):117-128.

[17] Murtha A P,Edwards J M. The role of Mycoplasma and Ureaplasma in adverse pregnancy outcomes [J]. Obstet Gynecol Clin North Am,2014,41(4):615-627.

[18] Farfour E,Vasse M,Vallée A. Mollicutes-related infections in thoracic surgery including lung and heart transplantation:a systematic review [J]. J Heart Lung Transplant,2024,43(1):169-180.

[19] Chan J L,Cerón S,Horiuchi S M,et al. Development of a rapid and high-throughput multiplex real-time PCR assay for Mycoplasma hominis and Ureaplasma species [J].J Mol Diagn,2023,25(11):838-848.

[20] Divithotewala C,Sweeney E L,Burke A,et al. Mycoplasma hominis and Ureaplasma urealyticum infections in the immediate post-lung transplant period:a case series and literature review [J]. Transpl Infect Dis,2023,25(3):e14058.

[21] Zhong C,Li X,Teng Y,et al. Co-infection with human papillomavirus and sexually transmitted infections among Chinese individuals [J]. Microb Pathog,2023,185:106395.

[22] Moffatt-Bruce S D,Pesavento T,Von Viger J,et al. Successful management of immunosuppression in a patient with severe hyperammonemia after lung transplantation [J]. J Heart Lung Transplant,2008,27(7):801-803.

[23] Wen X,Nobakht M S,Yang Y,et al. Tetracyclines resistance in Mycoplasma and Ureaplasma urogenital isolates derived from human:a systematic review and metaanalysis [J]. Ann Clin Microbiol Antimicrob,2023,22(1):83.

[24] Redelinghuys M J,Ehlers M M,Dreyer A W,et al. Antimicrobial susceptibility patterns of Ureaplasma species and Mycoplasma hominis in pregnant women [J]. BMC Infect Dis,2014,14:171.

[25] Qiu Y,Mao S,Li X,et al. Chinese advances in understanding and managing genitourinary tract infections caused by Mycoplasma genitalium,Mycoplasma hominis,and Ureaplasma urealyticum [J]. Arch Microbiol,2024,207(1):5.

[26] Kong Y,Li C,Li G,et al. In vitro activity of delafloxacin and finafloxacin against Mycoplasma hominis and ureaplasma species [J]. Microbiol Spectr,2022,10(3):e0009922.

[27] Ahmadi M H. Resistance to tetracyclines among clinical isolates of Mycoplasma hominis and Ureaplasma species:a systematic review and meta-analysis [J]. J Antimicrob Chemother,2021,76(4):865-875.

[28] Ramaloko W T,Maningi N E,Osei Sekyere J. Global prevalence,resistance rates,and underlying resistance mechanisms of clinical Mycoplasma and Ureaplasma species [J]. J Appl Microbiol,2025,136(1):lxae308.

[29] Horner P,Donders G,Cusini M,et al. Should we be testing for urogenital Mycoplasma hominis,Ureaplasma parvum and Ureaplasma urealyticum in men and women?—a position statement from the European STI Guidelines Editorial Board [J]. J Eur Acad Dermatol Venereol,2018,32(11):1845-1851.

[30] Donovan F M,Ampel N M,Thompson G R. Coccidioidomycosis [J]. Infect Dis Clin North Am,2025,39(1):183-197.

[31] Capoccia R,Greub G,Baud D. Ureaplasma urealyticum,Mycoplasma hominis and adverse pregnancy outcomes [J]. Curr Opin Infect Dis,2013,26(3):231-240.

[32] Vijayvargiya P,Esquer Garrigos Z,Kennedy C C,et al.Routine donor and recipient screening for Mycoplasma hominis and Ureaplasma species in lung transplant recipients [J]. Open Forum Infect Dis,2022,9(11):ofac607.

[33] Higgins A B,Farmakiotis D,Rogers R,et al. Hyperammonemia syndrome due to Ureaplasma urealyticum in a kidney transplant recipient:a case of disseminated disease from a fluoroquinolone-resistant isolate [J]. Transpl Infect Dis,2020,22(5):e13328.

[34] Roberts S C,Bharat A,Kurihara C,et al. Impact of screening and treatment of Ureaplasma species on hyperammonemia syndrome in lung transplant recipients:a single center experience [J]. Clin Infect Dis,2021,73(9):e2531-e2537.

[35] Cheema F,Kutzler H L,Olowofela A S,et al. Successful management of noncirrhotic hyperammonemia syndrome after kidney transplantation from putative Ureaplasma infection [J]. Transpl Infect Dis,2020,22(5):e13332.

Progress on infection status and diagnosis and treatment of Ureaplasma urealyticum after organ transplantation

YANG Qizhen XU Yuan NIU Yulin CHEN Qian

Department of Organ Transplantation, Affiliated Hospital of Guizhou Medical University, Guizhou Province, Guiyang 550000, China

[Abstract] Long term use of immunosuppressants is necessary after organ transplantation, its immune function is weak,and they are prone to various opportunistic infection. Ureaplasma urealyticum as a opportunistic pathogen, is not as common as bacterial, fungal, or viral infections in patients after transplantation, but its potential harm cannot be ignored.This article reviews the relevant progress of Ureaplasma urealyticum and postoperative infection after organ transplantation, focus on discussing etiology, epidemiology, clinical diagnosis, treatment, and prevention of Ureaplasma urealyticum after organ transplantation, summarize and analyze current treatment hotspots and new developments of Ureaplasma urealyticum, providing reference for clinical practice of postoperative infection after organ transplantation.

[Key words] Organ transplantation; Ureaplasma urealyticum; Infection; Diagnosis; Treatment; Status

[中图分类号] R617

[文献标识码] A

[文章编号] 1673-7210(2026)08(b)-0168-05

DOI:10.20047/j.issn1673-7210.26010247

[基金项目] 贵州省科技厅一般项目[黔科合基础-ZK(2023)一般376]。

[作者简介] 杨麒臻(1988.11-),女,硕士;研究方向:器官移植术后并发症的防治。

[通信作者] 陈乾(1995.4-),男,硕士;研究方向:器官移植的缺血再灌注损伤。

(收稿日期:2026-01-05)

(修回日期:2026-03-04)

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